Биолюминесцентный кристалл что это
Биолюминесценция в биотехнологии
Он живой и светится зеленым
Биохимик Илья Ямпольский (к.х.н., с.н.с. ИБХ РАН) о генетической и химической природе биолюминесценции и ее применении
«Нобель» за живой свет
Если взять плакат с нанесенным на него эволюционным древом всех живых организмов – и животных, и растений, и грибов, и бактерий – и плеснуть на него краской, то это примерно покажет распределение по древу светящихся существ.
Сообразно этому непохожими являются и механизмы люминесценции. По современным оценкам, у явления биолюминесценции существует до 30 разных биохимических механизмов. Из этих 30 механизмов Симомуре удалось расшифровать четыре, а всего расшифровано шесть. Таким образом, связи между светящимися организмами нет ни в систематическом, ни в биохимическом плане, а биологический механизм этого явления известен лишь на 15–20%.
Сама по себе люминесценция – свечение – представляет собой форму выделения энергии при химической реакции – окислении. Но так как эта реакция биохимическая, в ней кроме окислителя (кислорода) и восстановителя (субстрата) участвует и фермент, с помощью которого организм может управлять свечением.
Самый известный и подробно описанный случай биолюминесценции – зеленое свечение медузы Aequorea victoria, изучение которого и принесло Симомуре Нобелевскую премию.
Здесь свечение еще сложнее: кроме фермента экворина в его возникновении задействован дополнительный белок – GFP (green fluorescent protein), который отвечает за собственно зеленое свечение, образуя комплекс с экворином. Есть взять отдельно экворин и кислород, то произойдет лишь вспышка синего цвета. Однако в организме медузы экворин образует комплекс с GFP, и между ними происходит безызлучательный перенос энергии.
Квант синего света передается на GFP, тот его поглощает и излучает уже зеленый свет. Этот механизм детально изучен, однако, какова роль в природе этого явления, пока совершенно непонятно. Непонятно, ни зачем вообще медузе нужно излучать свет, ни почему свет зеленый, а не синий. Меж тем это сложно списать на случайность: самой медузе это стоит достаточно дорого, ведь продуцировать дополнительные белки в больших количествах весьма энергозатратно.
Следует отметить, что работы Симомуры по GFP были сделаны еще в 60-х годах. Он выделил GFP и охарактеризовал его, попытавшись также теми методами, которые были доступны в то время, определить структуру особой группы атомов, которая определяет цвет этого белка, – хромофора (греч. «несущий цвет»). Как понятно из самого слова «белки», обычно эти вещества белые, бесцветные. Малая часть из них – GFP и родственные ему – окрашены.
Сейчас известно, что окраска возникает за счет того, что внутри молекулы белка происходит химическая реакция, которая катализируется им самим. То есть обычно белок катализирует взаимодействие других веществ, а в данном случае – реакцию внутри себя. Белок имеет форму бочонка, в самой середине которого находятся три аминокислоты, которые реагируют между собой, образуя хромофор. Причем в данном случае хромофор способен не только поглощать свет определенной длины волны (то есть приобретать цвет), но и излучать его (то есть светиться).
Первоначально работы Симомуры не стали сенсацией, и GFP какое-то время был не более чем интересным казусом. Однако затем получили большое развитие методы генной инженерии и молекулярной биологии. При помощи этих методов удалось секвенировать GFP, то есть получить его аминокислотную последовательность, затем перевести ее в последовательность ДНК, которая его кодирует, затем найти эту последовательность методом ПЦР (полимеразной цепной реакции) в медузе.
Оказалось, что флуоресцентное свечение медузы совершенно уникально: оно кодируется всего одним геном. Такая простота позволила клонировать этот ген и искусственно наделять этим признаком клетки и живые организмы, встраивая ген в их ДНК. То есть ген медузы удается встроить в бактерию, которая считывает этот ген, продуцирует нужные белки, в том числе GFP, и начинает флуоресцировать.
Флуоресценцию можно наблюдать или невооруженным глазом, или с помощью флуоресцентных микроскопов, и, когда такой легко наблюдаемый признак кодируется всего одним геном, его можно передать почти любому организму. Клонировать один ген проще, чем десять генов. Так примерно через 25 лет после открытия GFP оказалось, что это очень полезная вещь.
Сейчас существуют сотни различных методик его применения. Все они сводятся к тому, чтобы с помощью флуоресценции наблюдать различные явления, которые происходят в клетках или целых организмах: экспрессию генов, развитие тканей, стволовых клеток, поведение раковых опухолей, взаимодействие белков друг с другом, судьбу клеточных органелл.
Например, помещенная в испытуемый организм раковая или стволовая клетка уже не сможет «замешаться в толпе» – она будет видна, где бы она ни оказалась. Более того, ее «потомство», когда она начнет размножаться, также будет носителем «гена светимости», и медики могут проследить всю возникающую «популяцию». Кстати, флуоресцирующие аквариумные рыбки – это тоже результат клонирования GFP, в природе их не существует.
Флуоресцентная метка – это как бы ярлык, который можно «прикрепить» к чему угодно в клетке или организме. Вслед за этим становится удобно наблюдать, что происходит с помеченным объектом. Особенно востребованы белки с дальне-красным спектром, потому что в этой области живые ткани прозрачны даже у млекопитающих.
Таким образом можно просвечивать насквозь живой организм и видеть опухоль внутри него. То есть опухоль, клетки которой генетически модифицированы так, что флуоресцируют в этой области спектра, помещают в испытуемое животное, а затем в живом организме визуально наблюдают развитие опухоли и её реакцию, например, на химиотерапию.
Другой вариант – в эмбрионе на стадии, когда клетки еще не специализированы, помечают определенную их часть и смотрят, какие клетки из них получились, какие ткани развились. Это не так просто сделать обычными способами: стандартные биохимические методы окрашивания требуют многократных манипуляций, в результате которых результат наблюдается часто недостаточно четко.
Еще раз подчеркнем, что особенность GFP в том, что его вводят не извне, с помощью инъекции, как некоторые другие флуоресцентные метки, а изначально кодируют в геноме клетки или организма. В том числе это позволяет изучать и функционирование самого генома, а это очень непростая задача даже сейчас. Хотя уже достаточно легко можно «прочитать» геном, все еще не так легко понять «смысл прочитанного»: как геном работает, каков механизм реализации генетической информации в виде признаков в самом организме. Сейчас этим занимается новая область – функциональная геномика, которая активно пользуется возможностями клонирования GFP.
Желтый, красный, голубой
В 1999 году Сергей Лукьянов (ныне академик РАН) начал поиски в природе белков, похожих на GFP. Поиски увенчались успехом: сначала белки, аналогичные GFP, были найдены в цветных кораллах, хорошо знакомых любителям дайвинга в Красном море. И вот только недавно, около 10 лет назад, стало известно, что вся эта многообразная красота обусловлена именно наличием подобных GFP белков. Однако если GFP излучает только зеленый свет, то белки, найденные в кораллах, оказались самых разных цветов.
При этом все они, так же как и GFP, кодируются всего одним геном. Это привнесло дополнительные возможности для использования флуоресцентных меток в геноме: так как «ярлыки» стали многоцветными, их арсенал расширился. То есть сегодня с их помощью можно наблюдать уже три-четыре объекта одновременно. Плюс можно наблюдать взаимодействие белков друг с другом в пространстве за счет переноса энергии, то есть по изменению цвета можно видеть сближение белков. В нашей лаборатории продолжается поиск новых флуоресцентных белков и способов их применения.
В ходе этого поиска, в частности, были найдены белки, светимость которых можно переключать с помощью света разной длины волны (то есть разного цвета). Под воздействием одного света они флуоресцируют, другого – перестают. Это новая возможность – включать и выключать метку.
Флуоресцентные метки – химические и генетические – заменили популярные раньше в биохимии и молекулярной биологии изотопные метки. Флуоресцентные краски безопаснее, дешевле, лучше хранятся. Уже сейчас это огромный рынок, и в молекулярной биологии всегда есть запрос на новые красители с новыми свойствами.
Вместо сердца пламенный хромофор
Другая важная задача состояла в том, чтобы выяснить, почему белки, похожие на GFP, светятся разными цветами. Оказалось, что у них разные химические структуры хромофоров. Область химии, связанная с изучением хромофоров светящихся белков, сводится к двум вопросам – какова их структура и как они получаются в природе. Понять, какой именно хромофор в белке, не всегда можно даже с помощью рентгеноструктурного исследования: на фоне огромной молекулы в десятки тысяч атомов непросто точно установить даже состав, не говоря уже о пространственной структуре маленького заместителя.
А зачастую именно такие тонкие эффекты определяют все явление флуоресценции. Чтобы разрешить этот вопрос, хромофоры можно синтезировать искусственно. Сопоставляя данные различных методов, устанавливают, какая же именно группа атомов отвечает за флуоресценцию и цвет того или иного белка. Синтез хромофоров зачастую дает ответы на вопросы об их работе, которые нельзя получить, изучая целый белок. Маленький его кусочек, модельное соединение, очень много могут сказать о процессе флуоресценции.
Наша последняя работа, связанная с синтезом хромофоров, позволила разгадать загадку хромофора самого GFP – родоначальника светящихся белков. Она состоит в том, что, когда этот маленький «кирпичик» находится в составе белка, он является очень яркой флуоресцентной краской, однако сам по себе синтетический аналог, полностью повторяющий структуру природного хромофора, находясь в растворе, почти не флуоресцирует.
Мы выяснили, что дело здесь как раз в пространственной структуре – взаимном расположении атомов. В белке она зафиксирована, «зажата» соседними аминокислотами, а в растворе она свободна и изгибается так, что теряет флуоресцентные свойства. Однако если ввести дополнительный элемент жесткости, ограничивающий вращение молекулы, флуоресценция возникает примерно на том же высоком уровне, который характерен для белка.
Таким образом на основе природной структуры мы получили в свое распоряжение новый перспективный флуоресцентный краситель, который, как мы надеемся, найдет практическое применение.
Хлопковая нить, биолюминесценция и смартфон: анализ крови на антитела за 5 минут
Как нам всем известно, иммунная система человека работает по принципу адаптации, порождая определенные антитела к определенным «вредителям» в крови. Анализ наличия/отсутствия тех или иных антител может рассказать о наличии/отсутствии тех или иных заболеваний у человека. Однако не всегда факт наличия антител можно приравнять к наличию болезни, поскольку важную роль играет и их количество. Современные методы количественного определения антител достаточно сложны и, честно признаться, дорогостоящи. Потому ученые из Американского химического общества (ACS) решили изобрести свою методику выявления и подсчета антител в крови за счет биолюминесцентных белков-датчиков и камеры смартфона. Какие именно физико-химические процессы задействованы в работе устройства, насколько точны его результаты, и как может измениться диагностика заболеваний благодаря этой разработке? Об этом мы узнаем из доклада ученых. Поехали.
Основа исследования
Как отмечают сами авторы исследования, в некоторых случаях диагностика по определению наличия тех или иных антител сводится к простому «да/нет», т.е. достойно знать, что антитела есть или их нет. Но вот в других ситуациях (как, например, в случае с нынешней пандемией) важную роль играет и количество антител.
Современные методы количественного анализа антител (иммуноферментный анализ, хемилюминесцентный иммуноанализ, поверхностный плазмонный резонанс, радиоиммунный анализ и т.д.) достаточно затратны, сложны и трудоемки.
Одним из самых важных критериев будущего устройства ученые называют его простоту, когда тест может выполнить любой неподготовленный человек в любых условиях, в том числе в районах с ограниченными ресурсами. Среди нынешних разработок в области миниатюризации средств анализа антител присутствуют и лаборатория на кристалле, и датчики нуклеиновых кислот, и датчики на базе оптоволокна. Все эти методы работают, однако они также требуют сложного оборудования, подготовленного персонала и довольно много времени. Не говоря уже о том, что большинство из них до сих пор реализуют принцип «да/нет», а не количественного определения.
Изменить столь неприглядную тенденцию в разработках могут сенсорные белки, основанные на биолюминесцентном резонансном переносе энергии (BRET от bioluminescence resonance energy transfer). Для POC тестирования* они хороши тем, что их сигналы можно обнаружить с помощью простых устройств, таких как камера смартфона.
POC тестирование* (point-of-care) — проведение медицинских тестов на месте пребывания пациента, т.е. без необходимости доставлять его биоматериал в лабораторию.
В качестве устройства, использующего преимущества BRET датчиков, ранее ученые предлагали микрофлюидное аналитическое устройство на бумажной основе (µPAD), в основе которого лежат BRET сенсорные датчики LUMABS (белки LUMinescent AntiBody Sensing).
Биолюминесцентный цвет LUMABS меняется с зеленого на синий в зависимости от концентрации целевого антитела, что позволяет количественно определять антитела в образцах крови с помощью цифровой камеры без какой-либо предварительной обработки образца или использования каких-либо реагентов.
Однако, несмотря на многие полезные особенности µPAD, их нелегко адаптировать к работе с очень малыми объемами крови (в диапазоне нескольких микролитров, мкл), прежде всего из-за технических ограничений процесса их уменьшения.
Например, вышеупомянутый µPAD основан на нескольких слоях бумаги, каждый из которых имеет значительный мертвый объем*. Следовательно, для надежного анализа требуется не менее 30 мкл цельной крови.
Мертвый объем* — объем вещества, которое остается в игле после инъекции (т.е. не участвует в тестировании). Данный термин часто применяется именно к образцам тестируемых веществ.
Кроме того, физический размер многослойного µPAD также предотвращает дальнейшее сокращение времени анализа (на данный момент нужно 20 минут), что затрудняет практическое применение POC тестирования.
Если же учесть, что забор крови через палец куда лучше подходит для POC тестирования, нежели венепункция, то объемы крови для тестирования будут ограничены. В среднем, объем крови, взятой из пальца взрослого человека, составляет около 10 мкл, а у ребенка (часто забор производится из пятки) около 5 мкл. Этот фактор также сильно влияет на формат будущего устройства и на принципы его работы.
Другой перспективной ветвью развития POC тестирования может быть
µTAD (microfluidic thread-based analytical devices) — аналитических устройств на основе микрожидкостных нитей. Разработка µTAD требует очень мало материалов, а результирующее устройство обладает довольно малыми габаритами и может работать с минимальным объемом образцов.
Ранее уже сообщалось об успешном проведении анализа крови с помощью µTAD, когда объем образца был не более 2 мкл, а время на сам тест составило пару минут. Однако µTAD методика пока еще нуждается в дополнительных этапах (применение рабочего буфера, субстрата, промывки) для получения результатов тестов. Другими словами, этот метод не совсем идеален, если говорить про портативное устройство диагностики, не требующее дополнительных ресурсов, устройств и навыков.
Потенциал µTAD, как говорят ученые, слишком велик, чтобы отметать эту технику, потому было решено ее немного усовершенствовать. В рассматриваемом нами сегодня труде ученые объединили µTAD и сенсорные BRET белки, что позволило создать устройство количественного тестирования антител посредством камеры смартфона. Стоит также отметить, что для анализа нужна всего лишь капля крови, а структура микро-нитей столь прочна, что можно проводить анализ сразу нескольких типов антител из этого объема.
Разработка устройства
Изображение №1: А — схема механизма биолюминесцентной реакции µTAD, где LUMABS и его биолюминесцентный субстрат (фуримазин) были предварительно осаждены в сухом виде на две переплетенные хлопковые нити (цвет испускаемой биолюминесценции меняется с зеленого на синий в ответ на специфическое антитело). В — схема проведения теста: нанесение капли крови (5 мкл) на устройство и дальнейшее считывание биолюминесцентного сигнала цифровой камерой или камерой мобильного телефона спустя 5 минут инкубации.
Одним из важных условий для реализации тестера на основе BRET с полной интеграцией реагентов на устройстве является пространственное разделение люциферазы* и люциферина* для предотвращения их преждевременного смешивания и реакции.
Люциферазы* — окислительные ферменты, катализирующие реакцию биолюминесценции.
Люциферин — субстрат для люциферазы.
В ранее описанном µPAD устройстве сенсорный белок и субстрат люциферазы наносились на отдельные слои бумаги, что приводило к увеличению мертвого объема образца и продлению времени анализа. Подход µTAD позволяет использовать переплетенные нити, существенно увеличивая близость партнеров реакции.
Схема изготовления µTAD.
Хлопковая нить после кипячения (очистка) была разрезана на длину 60 см, потом вставлялась в иглу. На нить наносился гидрофобный слой (барьеры).
После поднятия и закрепления нити, чтобы она не касалась земли, 1.5 мкл раствора BSA в фосфатном буфере (8.1 мМ Na2HPO4, 1.47 мМ KH2PO4) с физраствором (137 мМ NaCl, 2.68 мМ KCl) и трегалозой (5 мас.%) наносили на участки нити, ограниченные вытянутыми гидрофобными барьерами.
После сушки в течение 15 минут (23-25 °C, 30-40% относительная влажность), 1.5 мкл каждого LUMABS в количестве, оптимизированном под определенную интенсивность сигнала (100 нМ для HIV-LUMABS, 100 нМ для HA-LUMABS или 25 нМ для DEN-LUMABS) в фосфатном буфере, содержащем 1 мг/мл BSA, наносили на срезы нитей, разделенные гидрофобными барьерами.
Далее следовало осаждение 15 мкл 20-кратно разведенного субстрата для анализа люциферазы (фуримазина) на противоположном конце нити. После еще одной сушки (15 минут) оба конца переплетались, чтобы LUMABS (люцифераза) и фуримазин (люциферин) находились в непосредственной близости. Скрученная нить вручную пришивалась на пластиковую пленку с предварительно сделанными отверстиями.
Мембрана для отделения крови помещалась поверх пластиковой пластины, прошитой нитями и зажатой между двумя слоями пленки (ламинирование) с вырезанным отверстием для ввода образца в верхнем слое.
Изображение №2
На 2А показано влияние числа переплетений нитей на устройство (HIV-LUMABS на область сигнала) после нанесения 5 мкл чистой пробы крови или пробы крови с добавлением анти-HIV (100 нМ).
При небольшом числе переплетений (особенно ниже 20) полученная интенсивность сигнала биолюминесценции была слишком слабой и неоднородной для получения значимых сигналов оттенка. Увеличение количества переплетений приводит к более воспроизводимым и однородным сигналам оттенка как для отрицательного, так и для положительного по антителам образца. Основываясь на этих результатах, было решено использовать 60 витков, что было оптимальным числом для воспроизводимого смешивания и реакции люциферазы и люциферина.
Использование гидрофобных барьеров позволяет наносить на одну нить сразу несколько LUMABS. Ввиду симметричного рисунка пришитой нити, модифицированной LUMABS и люциферином, получаются участки устройства, ориентированные по направлению к точке входа образца. Те же участки, которые имеют гидрофобные барьеры, оказываются расположенными в нижней части подложки из пластиковой пленки. Таким образом получается устройство с каждой областью обнаружения, нацеленной на разные аналита (объект анализа), обеспечивая равномерное распределение нанесенного образца крови.
Для сравнения было создано 4 варианта узора нитей (2В). Сравнение вариантов (a) и (b) показало, что оба гексагональных устройства позволяют обнаруживать 6 сигналов одновременно, но наблюдаемое среднеквадратическое отклонение для узора (b) в 2.7 раза больше, чем для узора (a). Это вызвано тем, что части секций нитей, излучающих биолюминесценцию, пересекаются участками, не излучающими свет, что приводит к неоднородному распределению люминесценции, поскольку сигналы собираются со дна устройств.
Среднеквадратическое отклонение, наблюдаемое на узоре (d), более чем в 2 раза выше по сравнению с (a) и ©. Скорее всего это вызвано сложностью узора, приводящей к увеличенному смещению гидрофильных и гидрофобных участков нитей.
Учитывая множество факторов (максимально доступное количество зон обнаружения сигнала, достижение однородности сигнала биолюминесценции и пригодность узора), именно вариант (а) был выбран в качестве оптимального узора для µTAD.
Результаты исследования
Изображение №3
На 3А показаны данные считывания и кривые реакций для трех типов антител (по одному антителу на устройство) всего через 5 минут после внесения 5 мкл цельной крови вместе.
Из этих результатов видно, что среднеквадратическое отклонение не превышает 10%, как и планировалось, что указывает на равномерное распределение образцов по шести областям обнаружения сигналов.
Также было обнаружено, что сигналы оттенков, наблюдаемые при концентрациях 0, 50 и 500 нМ для трех модельных антител, были стабильными в течение 5-30 минут после нанесения образца (3В).
Пределы обнаружения (LOD), рассчитанные по методу 3-сигма, соответствовали 4.0 нМ для анти-HIV, 2.1 нМ для анти-HA и 14.9 нМ для анти-DEN.
HIV — вирус иммунодефицита человека; HA — гемагглютинин гриппа; DEN — вирус денге I типа.
Таким образом, использование µTAD, а не множества слоев бумаги в ранее описанном µPAD, и сближение люциферина и люциферазы за счет переплетения нитей позволили достичь не только стабильного сигнала биолюминесценции, но и уменьшения объема необходимой для теста крови.
Необходимо было также оценить, насколько будут эффективны следующие за прототипом устройства, т.е. не является ли прототип слишком сложным для повторного изготовления. Тесты с применением HIV-LUMABS показали, что относительное среднеквадратическое отклонение среднего значения c50 (концентрация антител, приводящая к 50% максимального изменения оттенка) составило 6.5% (c50 = 24.8 ± 1.6 нМ), что указывает на высокую воспроизводимость устройств при изготовлении.
Ученые отмечают, что для идеального POC тестера важную роль в эффективности анализа крови играет не только ее минимальный объем (объем образца), но и отсутствие зависимости от фактически примененного объема пробы в широком диапазоне. Ведь не всегда рассчитанные объемы соответствуют реальным.
Изображение №4
На 4А и 4В показан биолюминесцентный ответ µTAD (все с HIV-LUMABS) через 5 минут после нанесения различных количеств (2-15 мкл) образцов цельной крови без/с HIV.
Анализ полученных данных показал, что при введении образца крови объемом 2 мкл смещение излучаемого биолюминесцентного цвета в ответ на целевое антитело было ниже, чем для больших объемов образца. В случае использования 5 мкл или выше полученный оттенок является постоянным независимо от примененного объема образца.
Причиной того, что 2 мкл недостаточно для успешного теста, является ограниченное смешивание люциферазы и люциферина, вызванное мертвым объемом. Это приводит к низкой интенсивности излучения биолюминесценции.
На следующем этапе была проведена оценка возможности µTAD определять сразу несколько разных антител. В этом тесте 5 мкл цельной крови с добавлением 500 нМ анти-HIV, 500 нМ анти-HA, 500 нМ анти-DEN или смеси всех трех вводили в µTAD.
Изображение №5
В результате были получены селективные сигналы биолюминесценции, соответствующие каждому соответствующему антителу. Во-первых, это полностью доказывает, что можно успешно определять разные антитела одновременно. Во-вторых, это говорит о том, что узор, выбранный для µTAD, позволяет отдельным нитям не пересекаться, что нивелирует проблему перекрестных помех между биолюминесценцией, излучаемой из каждой области обнаружения. По прогнозам ученых их устройство способно распознавать до 6 разных антител одновременно.
Работоспособность устройства была успешно подтверждена вышеописанными тестами. Теперь необходимо было установить стабильность устройства спустя длительное время бездействия.
Для этого µTAD с HIV-LUMABS хранили в холодильнике (температура 4˚C, относительная влажность 23%) в вакуумной упаковке в течение 42 дней. Вакуумная упаковка нужна для предотвращения преждевременного окисления субстрата люциферазы (фуримазина).
Работоспособность хранимого устройства проверяли спустя разные интервалы времени с помощью холостого образца крови и образца с добавлением анти-HIV (250 нМ). Сравнение показателей устройства в первый день хранения и на 42-ой показало стабильные 95% первоначальной разницы в оттенках между анти-HIV-положительными и отрицательными образцами. Интенсивность биолюминесценции сохранялась примерно 90% от исходной в течение 30 дней.
Следовательно, µTAD сохраняют свою функциональность в течение месяца при надлежащем хранении в вакуумной упаковке и в холодильнике.
Рабочий µTAD излучает биолюминесцентный сигнал, который необходимо принять для его анализа. Роль приемника может сыграть как фотокамера, так и камера любого смартфона. Чтобы продемонстрировать эту функцию, сигналы биолюминесценции от µTAD, модифицированных HIV-LUMABS, регистрировались как цифровой камерой, так и камерой смартфона через 5 минут после нанесения 5 мкл образцов цельной крови с добавлением различных концентраций анти-HIV.
Изображение №6
На 3D-принтере был создан простой корпус (6С), защищающий образец от внешнего света. Этот маленький переходник также исключает необходимость в темном помещении для получения четкого биолюминесцентного сигнала. Таким образом, использование любого коммерчески доступного смартфона может позволить не только считывать сигналы µTAD устройств, но и послужить вычислительной платформой для их анализа. Однако этот аспект разработки пока не рассматривался.
Для более детального ознакомления с нюансами исследования рекомендую заглянуть в доклад ученых и дополнительные материалы к нему.
Эпилог
Я не устану повторять, что диагностика в медицине играет очень важную роль в лечении того или иного заболевания. Зная, с чем мы боремся, мы может подобрать правильное лечение. Многие диагностические мероприятия требуют специальных устройств, подготовленного персонала, реагентов и, естественно, уйму времени, которого у пациента может и не быть.
В данном труде ученые продемонстрировали достаточно простое в изготовлении и использовании устройство, способное количественно определять антитела в крови. При этом требуется всего лишь 5 мкл крови для образца и 5 минут времени для получения конечного результата анализа. Роль анализатора играет система, совмещающая в себе µTAD (микроскопические хлопковые нити, покрытые специальным веществом) и BRET (система генерации биолюминесцентного сигнала в ответ на определенные антитела). А в качестве устройства приема сигналов может быть использована камера смартфона, что полностью нивелирует необходимость использовать сложное лабораторное оборудование и сопутствующих расходников.
Во многих местах нашей планеты нет супер-крутых лабораторий, как в сериале «Доктор Хаус», нет подкованных специалистов, нет возможности при малейшем сомнении сказать «сделайте пациенту МРТ и полный анализ крови на все-все-все». Всех этих благ в современной медицины нет, а вот болезни есть.
Авторы этой невероятной разработки считают, что знания, накопленные за многие годы исследований и технологического прогресса, уже сейчас позволяют нам создавать очень простые (и недорогие) устройства диагностики, которые можно использовать в любых условиях. Конечно, их детище пока не идеально, и множество усовершенствований еще будет сделано, но уже сейчас можно уверенно сказать, что подобная разработка спасет немало жизней.
Благодарю за внимание, оставайтесь любопытствующими и отличных всем выходных, ребята! 🙂